3 Die Photosynthese ist ein Elektronentransportprozess
Im vorigen Kapitel wurde beschrieben, wie Photonen durch eine Antenne eingefangen und als Excitonen in die Reaktionszentren geleitet werden. Dieses Kapitel beschäftigt sich mit der Funktion dieser Reaktionszentren. Es soll diskutiert werden, auf welchem Weg die Energie der Photonen in für die Zelle nutzbare chemische Energie umgewandelt wird. Wie im letzten Kapitel gezeigt wurde, hat sich die pflanzliche Photosynthese im Lauf der Evolution aus der bakteriellen Photosynthese entwickelt. Die Grundmechanismen von Photosynthesereaktionen in Bakterien und Pflanzen sind daher sehr ähnlich. Da jedoch bakterielle Reaktionszentren einfacher aufgebaut sind als pflanzliche, und sich zudem auch leichter isolieren lassen, sind Bakterien besonders gut geeignet, um Prinzipien der Photosynthese zu studieren. Wegen ihres Modellcharakters wird bei der Beschreibung der pflanzlichen Photosynthese die bakterielle Photosynthese daher miteinbezogen.

3.1 Photosyntheseapparate sind aus Modulen auf gebaut
Die Photosyntheseapparate von Bakterien sind aus definierten Komplexen zusammengesetzt, die auch als Bausteine des pflanzlichen Photosyntheseapparates auftreten. Wie in Kapitel 5 besprochen wird, sind einige dieser Komplexe auch Bausteine des mitochondrialen Elektronentransports. Manche dieser Komplexe haben zudem eine allgemeine Funktion im bakteriellen Stoffwechsel. Man kann diese Komplexe als Module auffassen, die zu einem frühen Zeitpunkt der Evolution entstanden sind und zu verschiedenen Zwecken in unterschiedlicher Weise kombiniert wurden. Zum besseren Überblick sollen hier zunächst die Funktionen dieser Module bei der Photosynthese summarisch als black boxes behandelt werden. Ihre Struktur und Funktion werden in den nachfolgenden Abschnitten detailliert beschrieben.
Purpurbakterien enthalten nur ein Reaktionszentrum (Abb. 3.1). Durch die Energie des Excitons wird in dem Reaktionszentrum ein Elektron angeregt, das heißt, es wird auf ein höheres Niveau angehoben, wodurch es stärker reduzierend wirkt. Über eine Elektronentransportkette, die aus einem Cytochrom-b/c₁-Komplex besteht, gelangt das Elektron wieder in den Grundzustand. Seine Energie wird in Form von chemischer Energie zum Aufbau von Biomasse (Proteine, Kohlenhydrate) genutzt. Die Energiegewinnung beruht darauf, dass mit dem Elektronentransport ein Transport von Protonen über eine Membran gekoppelt ist. Die Energie wird so in Form eines elektrochemischen H⁺-Potenzials über der Membran gespeichert. Aus diesem Grunde sind photosynthetisches Reaktionszentrum und die Hauptkomponenten des Elektronentransports stets in einer Membran lokalisiert.

Durch eine ATP-Synthase wird die Energie des H⁺-Potenzials genutzt, um aus ADP und Phosphat ATP zu synthetisieren. Da bei den Purpurbakterien die durch Licht angeregten Elektronen wieder in das Reaktionszentrum zurückfließen, spricht man von einem cyclischen Elektronentransport und einer cyclischen Photophosphorylierung. Die Reduktion von NAD⁺ erfolgt in den Purpurbakterien durch eine weite:re Elektronentransportkette, den NADH-Dehydrogenase-Komplex. Unter Verbrauch von Energie des H⁺-Potenzials werden Elektronen von einem Substrat - dies kann eine organische Säure, aber auch Schwefelwasserstoff sein - auf NAD⁺ übertragen. Das so gebildete NADH dient zusammen mit ATP der Synthese von Biomasse. Eine besondere Bedeutung hat dabei die Synthese von Kohlenhydraten aus CO₂ unter Verbrauch von ATP und NADH durch den Calvin-Cyclus (Kapitel 6).
Das Reaktionszentrum der Grünen Schwefelbakterien (Abb. 3.2) ist homolog zu dem der Purpurbakterien, das heißt, dass beide während der Evolution aus einem gemeinsamen Vorläufer gebildet wurden. Auch in den Grünen Schwefelbakterien wird ATP durch cyclischen Elektronentransport gebildet. Die dabei beteiligte Elektronentransportkette (Cytochrom-b/c₁-Komplex) und die ATP-Synthase sind denen der Purpurbakterien sehr ähnlich. Ein wesentlicher Unterschied besteht darin, dass in den Grünen Schwefelbakterien NADH durch nichtcyclischeo Elektronentransport gebildet wird. Die angeregten Elektronen werden in diesem Fall in den Ferredoxin-NAD-Reduktase-Komplex geleitet. NAD⁺ wird über Ferredoxin zu NADH reduziert. Da bei diesem nichtcyclischen Weg das angeregte Elektron nicht in den Ausgangszustand zurückkehrt, bleibt im Reaktionszentrum ein Elektronendefizit bestehen, das durch Elektronendonoren, wie H₂S, (das dabei letztendlich zu Sulfat oxidiert wird) aufgefüllt wird.

Cyanobakterien und Pflanzen verwenden Wasser als Elektronendonor (Abb. 3.3). Da dabei Sauerstoff freigesetzt wird, spricht man von oxygener Photosynthese. Dabei sind zwei Photosysteme, die man mit I und II bezeichnet, als Tandem angeordnet. Der Apparat der oxygenen Photosynthese ist aus Modulen aufgebaut, die wir bereits bei der bakteriellen Photosynthese besprochen haben. Das Reaktionszentrum von Photosystem II entspricht in seiner Struktur dem Reaktionszentrum aus Purpurbakterien, und das von Photosystem I dem Reaktionszentrum der Grünen Schwefelbakterien. Die ATP-Synthase und die Ferredoxin-NADP-Reduktase sind den bakteriellen Systemen sehr ähnlich. Die Elektronentransportkette des Cytochrom-b₆/f-Komplexes hat die gleiche Grundstruktur wie der Cytochrom-b/c₁-Komplex in Bakterien.

Bei der oxygenen Photosynthese sind vier Excitonen erforderlich, um ein Molekül Wasser zu spalten:

Dabei werden die Elektronen auf NADP⁺ übertragen. Der nichtcyclische Elektronentransport ist mit dem Transport von Protonen gekoppelt. Der so gebildete Protonengradient treibt die Synthese von ATP. Dadurch werden für jedes bei der oxygenen Photosynthese produzierte NADPH gleichzeitig etwa 1,5 Moleküle ATP (siehe Abschn. 4.4) synthetisiert. Dieses ATP und NADPH dient hauptsächlich als Substrat für die photosynthetische CO₂ Fixierung zur Bildung von Kohlenhydraten. In Pflanzen findet die oxygene Photosynthese im Chloroplasten statt, einer Zellorganelle, die zu den Plastiden gerechnet wird (siehe Abschn. 1.3).

3.2 Bei der Photosynthese entstehen ein Reduktionsmittel und ein Oxidationsmittel
In der Photosyntheseforschung galt bis Ende der zwanziger Jahre die von Otto Warburg verfochtene Theorie, dass die Energie des Lichtes direkt auf CO₂ übertragen wird, und dieses so angeregte CO₂ mit Wasser unter Freisetzung von Sauerstoff zu einem Kohlenhydrat reagiert. Otto Warburg postulierte, dass der bei der Photosynthese freigesetzte Sauerstoff aus dem CO₂ stammt. Dagegen vertrat der Niederländer Cornelis van Niel 1931 die Ansicht, dass bei der Photosynthese zunächst ein Reduktionsmittel gebildet wird, das in einer nachfolgenden Reaktion (einer Reaktionskette, wie wir heute wissen) mit CO₂ reagiert. Van Niel stellte die allgemeine Photosynthesegleichung auf:

Er erkannte damit die Grundreaktion der Photosynthese: Durch Licht erfolgt eine Spaltung einer Substanz H2A in eine reduzierende Komponente (2H) und eine oxidierende Komponente (A). Für die oxygene Photosynthese der Cyanobakterien und Pflanzen gilt:

Demnach stammt der bei der Photosynthese freigesetzte Sauerstoff aus dem Wasser.
Dass bei der Photosynthese tatsächlich ein Reduktionsmittel gebildet wird, bewies Robert Hill 1937 in Cambridge. Es war ihm damals erstmalig gelungen, aus Blättern Chloroplasten zu isolieren, die allerdings keine intakte Hüllmembran besaßen. Sie bestanden also nur aus Thylakoidmembranen. Beim Belichten dieser aufgebrochenen Chloroplasten in Gegenwart von Fe3⁺-Verbindungen (ursprünglich Ferrioxalat, später Ferricyanid, [Fe(CN₆]^3- beobachtete er eine Reduktion zu den entsprechenden Ferro-Verbindungen, bei gleichzeitiger Bildung von Sauerstoff:

Da an dieser "Hill-Reaktion" CO₂ nicht beteiligt ist, war damit bewiesen, dass die photochemische Spaltung des Wassers von der Reduktion des CO₂ getrennt werden kann. Der Gesamtprozess der photosynthetischen CO₂-Assimilation lässt sich so in zwei Teilreaktionen trennen:

1. die so genannte Lichtreaktion, bei der durch die Energie der Excitonen unter Spaltung von Wasser Reduktionskraft und chemische Energie (in Form von ATP; siehe Kapitel 4) gewonnen wird, und
2. die so genannte Dunkelreaktion (siehe Kapitel 6), bei der mithilfe dieser Reduktionskraft und des ATP CO₂ assimiliert wird.

Eine Beobachtung des Niederländers Louis Duysens im Jahre 1952 erwies sich für die Aufklärung des Photosynthesemechanismus als sehr wichtig: Bei der Bestrahlung von isolierten Membranen der Purpurbakterien Rhodospirillum rubrum mit kurzen Lichtblitzen fand er eine Abnahme der Lichtabsorption bei 890 nm, wobei sich bei Verdunkeln sofort die ursprüngliche Absorption wieder einstellte. Bei dem Purpurbakterium Rhodobacter sphaeroides fand man diesen Effekt bei 870 nm. Ein derartiges "Ausbleichen" eines Pigmentes wurde später auch an Chloroplasten bei 700 nm von Bessel Kok in den USA und bei 680 nm von Horst Witt in Berlin beobachtet. Dieses Ausbleichen wurde als Primärreaktion der Photosynthese erkannt. Die entsprechenden Pigmente der Reaktionszentren bezeichnete man damals P870 (bei R. sphaeroides) und P680 und P700 (bei Chloroplasten). Ein derartiges Ausbleichen konnte auch im Dunkeln durch die Zugabe eines Oxidationsmittels, wie [Fe(CN)₆]^3- erreicht werden. Daraus war zu entnehmen, dass die durch das Ausbleichen erkennbare Absorptionsänderung der Pigmente auf einem Redoxvorgang beruhte. Dies war ein wichtiger erster Hinweis, dass Chlorophyll oxidiert wird. Durch Elektronenspinresonanz-Messungen wurde gezeigt, dass bei dem Ausbleichen organische Radikale, das heißt Verbindungen mit ungepaarten Elektronen entstehen. Der Ausbleichvorgang war auch noch bei der tiefen Temperatur von 1 K nachweisbar. Dies zeigte, dass bei der Elektronenübertragung, die zur Bildung von Radikalen führt, die Reaktionspartner in so enger Nachbarschaft zueinander angeordnet sind, dass thermische Bewegungen der Reaktionspartner - normalerweise die Voraussetzung für eine chemische Reaktion - für die Reaktion nicht erforderlich sind. Dagegen war die chemische Weiterreaktion der so gebildeten Radikale bei 1 K nicht mehr nachweisbar. Es gab weiterhin Hinweise aus spektroskopischen Messungen, dass an dem primären Redoxvorgang zwei eng benachbarte Chlorophyllmoleküle beteiligt sind, die als special pair bezeichnet wurden.

3.3 Das Konstruktionsprinzip eines photosynthetischen Reaktionszentrums wurde durch Röntgenstrukturanalyse an Purpurbakterien aufgeklärt
Purpurbakterien erwiesen sich als besonders geeignete Untersuchungsobjekte, um Struktur und Funktion eines Photosyntheseapparates aufzuklären. Entscheidend für eine eingehendere Untersuchung bakterieller Reaktionszentren war eine von Roderick Clayton 1970 in den USA ausgearbeitete Methode zur Isolierung der Reaktionszentren aus Purpurbakterien. Die Analyse der Bestandteile der Reaktionszentren verschiedener Purpurbakterien - gezeigt in Tabelle 3.1 am Beispiel von Rhodobacter sphaeroides - ergab bei allen Purpurbakterien einen prinzipiell gleichen Aufbau.

Die Minimalstruktur eines bakteriellen Reaktionszentrums besteht aus den drei Untereinheiten L, M und H (light, medium, heavy). Die Untereinheiten L und M sind Peptide mit ähnlicher Aminosäuresequenz, sie sind homolog. Das Reaktionszentrum von R. sphaeroides enthält vier Bacteriochlorophyll a (BChl-a, Abbildung 3.4) sowie zwei Bacteriophaeophytin a (BPhe-a).

Phaeophytine unterscheiden sich von Chlorophyllen nur darin, dass sie kein Magnesium als Zentralatom enthalten. Ferner enthält das Reaktionszentrum ein Eisenatom, das nicht Bestandteil eines Häms ist. Man spricht daher von einem Nichthäm-Eisen. Dazu besitzt das Reaktionszentrum zwei Ubichinonrnoleküle (Abb. 3.5), die als QA und QB bezeichnet werden (Q ist die Abkürzung von quinone, der englischen Bezeichnung von Chinon). QA ist stets fest an das Reaktionszentrum gebunden, QB nur lose assoziiert.

Röntgenstrukturanalyse
Wenn es gelingt, von einem Protein geordnete Kristalle herzustellen, kann man durch Röntgenstrukturanalyse den räumlichen Aufbau des Proteinmoleküls ermitteln. In ähnlicher Weise kann durch Elektronen-Cryo-Mikroskopie eine Strukturanalyse auch an kristallinen Molekülschichten durchgeführt werden (Abschn. 2.4) . Allerdings ist hier der experimentelle Aufwand viel höher. Bei der Röntgenstrukturanalyse wird ein Proteinkristall mit einer Röntgenquelle bestrahlt. Die Elektronen der einzelnen Atome der Moleküle bewirken eine Beugung der auftretenden Röntgenstrahlen. Durch die regelmäßig im Kristall angeordneten Moleküle findet eine Interferenz der gebeugten Röntgenstrahlen statt. Das entsprechende Interferenzmuster, das aus vielen Einzelreflexen besteht, wird mithilfe eines hinter dem Kristall befindlichen Röntgenfilms oder eines anderen Detektors gemessen. Abbildung 3.6 zeigt das Prinzip. Um möglichst viele Reflexe zu messen, wird der Kristall, der in einer Kapillare montiert ist, gedreht. Für einen "Datensatz" werden je nach Kristallform und Größe des Kristallgitters wenige Dutzend bis einige Hundert Rotationsaufnahmen benötigt. Zur Ermittlung einer neuen Proteinstruktur werden zusätzlich mehrere Datensätze, bei denen das Protein durch Einbau oder Bindung eines Schweratoms verändert worden ist, herangezogen. Aus der Kenntnis der Regeln der Beugung der Röntgenstrahlen an Atomen verschiedener Elektronendichte lässt sich aus den Aufnahmen mithilfe aufwendiger Computerprogramme die räumliche Struktur des bestrahlten Moleküls rekonstruieren.

Wenngleich die Röntgenstrukturanalyse einen sehr großen technischen Aufwand und dazu auch noch einen sehr großen Zeitaufwand erfordert, so ist bei der Analyse von Proteinmolekülen in der Regel die Gewinnung brauchbarer Einkristalle ein begrenzender Faktor. Dies gilt in besonderem Maße für Membranproteine. Bis 1980 hatte man es für unmöglich gehalten, dass man aus hydrophoben Membranproteinen für die Strukturanalyse brauchbare Kristalle herstellen kann. Einen Durchbruch brachte die Verwendung des Detergens N,N'-Dimethyldodecylamin-N-oxid (Abb. 3.7), das mit Membranproteinen wasserlösliche Protein-Detergens-Mizellen bildet, die beispielsweise durch Aussalzen mit Ammoniumsulfat oder Polyethylenglycol zur Kristallisation gebracht werden können.

In diesen Kristallen sind die Mizellen regelmäßig angeordnet (Abb. 3.8). Da die hydrophoben Bereiche der Membranproteine, die normalerweise an die hydrophobe Membranphase grenzen, in diesen Kristallen mit den hydrophoben Ketten des Detergens besetzt sind, bewahrt das Protein im Kristall seinen nativen Zustand.

Es gelang so Hartmut Michel am Max-Planck-Institut für Biochemie in München, Kristalle von dem Reaktionszentrum des Purpurbakteriums Rhodopseudomonas viridis zu gewinnen und zusammen mit seinem Kollegen Johann Deisenhofer aus der Abteilung Robert Hubers die Röntgenstrukturanalyse durchzuführen. Den immensen Aufwand dieser Untersuchungen illustriert die Tatsache, dass allein die Auswertung der gespeicherten Daten der Aufnahmen zweieinhalb Jahre in Anspruch nahm. Die Aufklärung der Struktur eines photosynthetischen Reaktionszentrums, und damit des ersten Membranproteins überhaupt, durch das Münchener Team hat sehr große Beachtung gefunden. Die drei Forscher wurden für diese Leistung 1988 mit dem Nobelpreis für Chemie ausgezeichnet. Als mit der gleichen Methode die Struktur des Reaktionszentrums von Rhodobacter sphaeroides analysiert wurde, zeigte sich, dass die Grundstruktur der beiden Reaktionszentren eine erstaunliche Ähnlichkeit aufweist.

Das Reaktionszentrum von Rhodopseudomonas viridis ist symmetrisch auf gebaut
Abbildung 3.9 zeigt die räumliche Struktur des Reaktionszentrums des Purpurbakteriums Rhodopseudomonas viridis. Das Molekül hat eine längliche Form. Die Länge beträgt 8 nm. Die homologen Untereinheiten L (rot) und M (schwarz) lassen sich durch eine Drehung von 180° um eine Symmetrieachse ineinander überführen. Sie bilden zusammen eine Tasche und umschließen die Chlorophyll- und Phaeophytinmoleküle. Diese Chromophore sind als Drahtmodelle in der Abbildung gezeigt. An der unteren Seite des Zylinders befindet sich die H-Untereinheit wie ein Deckel.

In gleicher Projektion wie Abbildung 3.9 zeigt Abbildung 3.10 die Lage der Chromophoren in dem Proteinmolekül. Alle Chromophore treten paarweise entlang der Symmetrieachse auf In dem Bild sind oben zwei BChl-a-Moleküle (D_M, D_L) zu erkennen. Sie liegen so nahe beieinander, dass sich im angeregten Zustand ihre Orbitale überlappen. Die Entfernung zwischen den beiden Tetrapyrrolringen beträgt lediglich 0,3 nm. Damit war bestätigt, dass das special pair der Chlorophyllmoleküle, das aufgrund spektroskopischer Untersuchungen als Ort des primären Redoxvorganges bei der Photosynthese postuliert worden war, auch tatsächlich existiert. Unter diesem Chlorophyllpaarsind die Chromophore in zwei annähernd symmetrischen Ästen angeordnet.

Dicht unter dem Paar befinden sich zu beiden Seiten die restlichen beiden BChl-a-Moleküle (B_A, B_B) als Monomere, unter diesen dann jeweils ein Bacteriophaeophytin (Φ_A, Φ_B) . Während das Chlorophyllpaar (D_M, D_L) von den Untereinheiten L und M gemeinsam gebunden wird, sind Chlorophyll B_A und Phaeophytin Φ_A vorwiegend mit der Untereinheit L, und B_B und Φ_B mit der Untereinheit M assoziiert. Der Chinonring von Q_A wird durch Wasserstoffbrücken und hydrophobe Wechsel-wirkungen an die Untereinheit M gebunden, während sich die Bindungsstelle für das lose assoziierte Q_B an der Untereinheit L befindet.

3.4 Wie funktioniert das Reaktionszentrum?
Aus der Kenntnis der Struktur des Reaktionszentrums und dem Ergebnis umfangreicher kinetischer Untersuchungen des Reaktionszentrums, zu denen unter anderem Absorptions- und Fluoreszenzspektroskopie nach Lichtblitzen im Bereich von bis zu weniger als 10^-13 s, sowie Kern- und ElektronenspinResonanz-Messungen herangezogen wurden, können wir uns jetzt ein Bild über die Funktion des bakteriellen Reaktionszentrums machen. Obgleich das Reaktionszentrum eine Symmetrie mit zwei fast identischen Ästen aufweist, verläuft der Elektronentransfer nur über den rechten Ast in Abbildung 3.10. Das Chlorophyllmonomer B_B auf der M-Seite steht in engem Kontakt miteinem Carotinoidmolekül. Dadurch kann ein durch Fehlfunktion gebildeter Triplettzustand des Chlorophyllpaares wieder in den Grundzustand übergehen (siehe Abschn. 2.3 und 3.7). Die Bedeutung des Phaeophytins (Φ_B) im linken Ast und auch die Funktion des Nichthäm-Eisens sind noch unklar.
Abbildung 3.11 zeigt die Funktion des Reaktionszentrums in einer schematischen Darstellung, bei der die Partner ungefähr nach ihrem elektrochemischen Potenzial angeordnet sind. Die primäre Reaktion des Reaktionszentrums mit dem durch die Antenne angelieferten Exciton (Abschn. 2.4) besteht in einer Anregung des Chlorophyllpaares. Dieser primäre Zustand hat eine nur sehr kurze Lebensdauer, innerhalb von drei Picosekunden wird durch das Phaeophytin (BPhe) über eine große Potenzialdifferenz ein Elektron "abgesaugt".

Wahrscheinlich wird das Elektron zunächst auf das BChl-Monomer (B_A) übertragen und erst dann auf das Phaeophytinmolekül (Φ_B). Der zweite Elektronentransfer erfolgt mit einer Halbwertszeit von 0,9 ps etwa viermal so schnell wie der zu B_A und wurde daher lange nicht erkannt. Das so gebildete Phaeophytinradikal tendiert dazu , dieses Elektron wieder zurückzugeben. Um dem zuvorzukommen, wird - ausgelöst durch eine hohe Potenzialdifferenz - das Elektron des Phaeophytinradikals innerhalb von 200 ps auf ein Chinon (Q_A (Abbildung 3.11) abgezogen. Das daraus resultierende Semichinonradikal überträgt durch eine weitere Potenzialdifferenz sein Elektron auf das lose gebundene Ubichinon (Q_B) (Abb. 3.12).

Q_B kann im Gegensatz zu Q_A zwei Elektronen aufnehmen. Es wird zunächst durch ein Elektron zu Ubisemichinon reduziert und nach erneuter Anregung des Reaktionszentrums und die erneute Bildung eines Semichinonradikals durch ein weiteres Elektron unter Aufnahme von Protonen weiter zu Ubihydrochinon reduziert. Die Bildung des Ubihydrochinons dauert insgesamt 100 μs. Ubihydrochinon ist im Gegensatz zu den sehr instabilen radikalischen Zwischenprodukten des bislang besprochenen Weges ein stabiles Reduktionsmittel. Diese Stabilität hat aber auch ihren Preis: Für die Bildung des Ubihydrochinons als erstes stabiles Produkt aus dem primären Anregungsstand des Chlorophylls sind mehr als die Hälfte der Energie der Excitonen als Wärme verloren gegangen.

Ubichinon trägt eine lsoprenoidseitenkette (Abb. 3.5). Ubichinon ist daher lipophil und in der Lipidphase der Photosynthesemembran sehr gut löslich. Diesen Effekt einer Isoprenoidseitenkette haben wir bereits bei Chlorophyll (Abschn. 2.2) kennengelernt. Im Gegensatz zu Chlorophyll, Phaeophytin und Q_A, die in der Membran fest an Proteine gebunden sind, kann das im Reaktionszentrum liegende Ubihydrochinon (Q_B) gegen Ubichinon ausgetauscht werden. Das Ubihydrochinon bleibt in der Membranphase und kann sich darin durch Diffusion bewegen. Es dient so als Transportmetabolit für Reduktionsäquivalente in der Membranphase. Es speist die Elektronen in den ebenfalls in der Membran liegenden Cytochrom-b/c₁-Komplex ein, durch den die Elektronen über Cytochrom-c in das Reaktionszentrum zurückgeleitet werden. Dabei wird Energie zur Ausbildung eines Protonenpotenzials (siehe Abschn. 4.1) abgeschöpft, welches zur ATP-Synthese genutzt wird. Aufbau und Mechanismus des Cytochrom~b/c₁-Komplexes und des Enzymapparates der ATP-Synthese werden im Zusammenhang mit der pflanzlichen Photosynthese in Abschnitt 3.7 und Kapitel 4 besprochen.
Der am Beispiel der Purpurbakterien gezeigte cyclische Elektronentransport der Photosynthese lässt sich durch ein einfaches Schaltschema zusammenfassen (Abb. 3.13). Das Chlorophyllpaar und das Phaeophytin, zwischen denen durch Lichtenergie ein Elektron übertragen wird, verhalten sich wie die Platten eines geladenen Kondensators, zwischen denen eine Spannung aufgebaut wird. Diese Spannung treibt einen Elektronenfluss, einen Strom. Der Spannungsabfall erfolgt zunächst über einen Widerstand, bei dem ein sehr großer Teil der Elektronenenergie irreversibel in Wärme umgewandelt wird. Dieser erste Spannungsabfall wirkt als Elektronenfalle: Er sorgt dafür, dass die Elektronen schnell von dem Kondensator abgezogen werden. Nach diesem Widerstand ist ein Generator geschaltet, der die verbleibende Spannung zur Leistung von Arbeit ausnutzt.

Bei der Photosynthese in Algen und Pflanzen sind zwei photosynthetische Reaktionszentren hintereinandergeschaltet
Wie in Abschnitt 2.4 besprochen, wurde für die photosynthetische Wasserspaltung durch Grünalgen ein Quantenbedarf (absorbierte Photonen pro gebildetem Molekül O₂) von etwa acht ermittelt. Statt dem Begriff Quantenbedarf benutzt man auch den reziproken Begriff Quantenausbeute (produzierte Moleküle O₂ pro absorbiertem Photon). Bei der Untersuchung der Abhängigkeit der Quantenausbeute von der Farbe des eingestrahlten Lichtes - man bezeichnet dies als Wirkungsspektrum - zeigte es sich, dass mit rotem Licht oberhalb einer Wellenlänge von 680 nm die Quantenausbeute sehr steil abfällt (Abb. 3.14). Dieser als red drop bezeichnete Effekt blieb zunächst rätselhaft, da in den Algen Chlorophylle vorhanden sind, die bei 700 nm Licht absorbieren. Der Amerikaner Robert Emerson und seine Mitarbeiter beobachteten 1957, dass die Quantenausbeute im Spektralbereich oberhalb von 680 nm dramatisch zunimmt, wenn zusätzlich zu dem langwelligen Rotlicht auch hellrotes Licht von 650 nm eingestrahlt wurde. Die Quantenausbeute bei gemeinsamer Einstrahlung war höher als die Summe der Ausbeuten, die man erhält, wenn man beide Wellenlängen separat einstrahlt.

Aus diesem Emerson-Effekt wurde geschlossen, dass an der Photosynthese der Grünalgen (und auch der Cyanobakterien und Pflanzen) zwei verschiedene Photosysteme, die aus Antennen und Reaktionszentren bestehen, beteiligt sind. Robert Hill und Fay Bendall postulierten 1960 ein Reaktionsschema (Abb. 3.15), bei dem zwei Photosysteme in Serie geschaltet sind, die durch eine Elektronentransportkette mit den Cytochromen-b₆ und dem Cytochrom-f (einem Cytochrom des c-Typs) verbunden sind (Abschn. 3.7). Für die Anregung des einen Reaktionszentrnms sind Antennen verantwortlich, die noch bei 700 nm absorbieren, während für die Anregung des anderen Reaktionszentrums vorwiegend Antennen verantwortlich sind, die höher energetisches, also kurzwelligeres Licht (unter 680 nm) absorbieren. Die Auftragung der Reaktionsfolge nach den Redoxpotenzialen ergibt einen Zickzack- Verlauf, man spricht daher von einem Z-Schema. Die Nummerierung der Photosysteme wurde nach der Reihenfolge ihrer Entdeckung vorgenommen. Das Photosystem II (PS II) hat sein Wirkungsoptimum bei einer Wellenlänge von 680 mn, und Photosystem 1 bei 700 mn. Die Hintereinanderschaltung der beiden Photosysteme sorgt dafür, dass am PS II ein sehr starkes Oxidationsmittel zur Oxidation des Wassers und am PS 1 ein sehr starkes Reduktionsmittel zur Reduktion des NADP⁺ erzeugt wird.

Abbildung 3.16 gibt einen Überblick über den Elektronentransport der Photosynthesekomplexe, wobei die Trägersubstanzen (Carrier) des Elektronentransports wie in Abbildung 3.11 nach den elektrischen Potenzialen angeordnet sind.

Abbildung 3.17 zeigt die Anordnung der Photosynthesekomplexe in der Thylakoidmembran. Zwischen der Oxidation des Wassers und der Reduktion des NADP⁺ besteht eine Potenzialdifferenz von etwa 1,2 Volt. Die zwei absorbierten Photonen von 680 und 700 nm entsprechen insgesamt einer Potenzialdifferenz von 3,45 Volt (Abschn. 2.2, Gleichung 2.7). Es wird also nur etwas mehr als ein Drittel der Energie des in den Photosystemen absorbierten Lichtes dazu genutzt, um Elektronen vom Wasser auf NADP⁺ zu übertragen. Zusätzlich wird etwa ein Achtel der von beiden Photosystemen absorbierten Lichtenergie dazu verwendet, um über PS II und den Cytochrom-b₆/f-Komplex Abbildung 3.17 Protonen in das Lumen der Thylakoide zu pumpen. Dieser Protonentransport führt zur Bildung eines Protonengradienten zwischen dem Lumen und dem Stromaraum. Eine H⁺-ATP-Synthase, die ebenfalls in der Thylakoidmembran lokalisiert ist, nutzt die Energie des Protonengradienten zur Synthese von ATP.

Demnach wird etwa die Hälfte der Energie der von beiden Reaktionszentren übernommenen Excitonen nicht zur Leistung von Arbeit genutzt, sondern geht als Wärme verloren. Im vorigen Abschnitt wurde die Bedeutung dieses Wärmeüberganges bei der Photosynthese am Beispiel der Purpurbakterien ausführlich besprochen.

3.5 Durch Photosystem II wird Wasser gespalten
Die dreidimensionale Struktur des PSII wurde erstmalig von den Arbeitsgruppen Horst Witt und Wolfram Saenger (beide in Berlin) durch eine hochauflösende Röntgenstrukturanalyse von Kristallen des PSII aus dem thermophilen Cyanobakterium Thermosynechococcus elongatus aufgeklärt. Es zeigt sich dabei, dass PSII, und wie später gezeigt auch PSI, nach dem gleichen Grundprinzip aufgebaut sind wie das in Abschnitt 3.4 besprochene Reaktionszentrum der Purpurbakterien. Hieraus, und auch aus Sequenzanalysen der beteiligten Proteine gebt klar hervor, dass alle diese Photosysteme von einer gemeinsamen Urform abstammen. So befindet sich auch in PSII ein Chl-a-Paar im Zentrum, wobei allerdings der Abstand zwischen den beiden Molekülen so groß ist, dass bei der Anregung durch ein Exciton wahrscheinlich nur eines der beiden Chl-a-Moleküle allein reagiert. Von diesem zentralen Paar leiten sich wie in Abbildung 3.19 zwei Arme mit je einem Chl-a und einem Phaeophytin (einem spezialisierten Chlorophyllmolekül ohne Mg2⁺ als Zentralatom) ab. Wie bei den Purpurbakterien läuft der Elektronentransport nur über einen dieser Arme.
Im Gegensatz zum bakteriellen Reaktionszentrum wird nach Anregung durch ein Exciton ein Elektron vom Chl-a-Monomer des Reaktionszentrums auf Phaeophytin (Phe) abgegeben. Phe überträgt sein Elektron dann weiter auf ein festgebundenes Plastochinon (Q_A (Abb. 3.18). Dabei entsteht ein Semichinonradikal. Das Elektron wird dann auf ein locker gebundenes Plastochinon (QB) übertragen.

Dieses Plastochinon (PQ) Abbildung 3.19 nimmt nacheinander insgesamt zwei Elektronen sowie zwei Protonen auf und wird dadurch zu einem Hydrochinon (PQH₂) reduziert. Das Hydrochinon wird von dem Photosynthesekomplex freigesetzt und bildet so das eigentliche Produkt des Photosystems II. Dieser Übergang von der Einzelelektronenübertragung zwischen dem (Ch1-a)₂ und QA und der Zweielektronenübertragung zwischen Q_A und Q_B entspricht dem Reaktionsablauf bei R. sphaeroides mit dem Unterschied, dass die Chinone in den Bakterien Ubichinon oder Menachinon und im PS II Plastochinon sind.
Die Ähnlichkeit des Reaktionsablaufes im PS II und im Photosystem der Purpurbakterien betrifft aber nur den Elektronenakzeptorbereich. Die Elektronendonorfunktion im PS II ist anders als bei Purpurbakterien. Die durch den nichtcyclischen Elektronentransport entstehende Elektronenlücke in (Chl-a)•₂⁺ wird durch Elektronen, die vom Wasser abgezogen werden, aufgefüllt. Es wird so Wasser zu O₂ oxidiert. Am Transport der Elektronen von Wasser auf Chlorophyll sind Mangan-Ionen und ein Tyrosinrest beteiligt. Das (Chl-a)•₂⁺-Radikal mit einem Redoxpotenzial von etwa +1,1 Volt ist ein so starkes Oxidationsmittel, dass es einem Tyrosinrest des Reaktionszentrums ein Elektron entreißen kann. Es entsteht ein Tyrosinradikal. Dieser reaktive Tyrosinrest wird in der Literatur auch mit "Z" bezeichnet. Die Elektronenlücke im Tyrosinradikal wird durch die Oxidation eines Mangan-Ions aufgefüllt (Abb. 3.20). Der PS-II-Komplex enthält mehrere Mn-Ionen - wahrscheinlich vier - , die dicht nebeneinander angeordnet sind. Man spricht von einem Mn-Cluster. Das Mn-Cluster stellt ein Redoxsystem dar, das insgesamt vier Elektronen aufnehmen und wieder abgeben kann. Dabei wechseln die Mn-Ionen wahrscheinlich zwischen den Oxidationsstufen Mn³⁺ und Mn⁴⁺.

Die Freisetzung von einem Molekül O₂ aus Wasser erfordert die Abgabe von vier Elektronen und damit das Einfängen von vier Excitonen. Je nach Belichtungsstärke sind die Zeitabstände zwischen dem Eintreffen der Excitonen im Reaktionszentrum unterschiedlich. Wenn die Oxidation des Wassers schrittweise erfolgte, würden insbesondere bei niedrigen Lichtintensitäten Sauerstoffradikale als Zwischenprodukte entstehen. Sauerstoffradikale wirken auf Biomoleküle wie Proteine und Lipide stark zerstörend. Der Wasserspaltungsapparat des Mn-Clusters minimiert die Bildung radikalischer Zwischenstufen des Sauerstoffs, indem von dem Cluster nach Bedarf zunächst vier Elektronen nacheinander über das Tyrosin in das Reaktionszentrum abgegeben werden (Abb. 3.20). Das Mn-Cluster durchläuft dabei nach dem Grundzustand vier verschiedene Oxidationsstufen (diese werden auch als S0 und S1 bis S4 bezeichnet).
Das Vorhandensein dieser fünf verschiedenen Oxidationsstufen des Wasserspaltungsapparates geht aus Experimenten von Pierre Joliot und Bessel Kok hervor (Abb. 3.21).

Bei der Belichtung von vorher dunkel gehaltenen Chloroplasten durch eine Serie von Lichtblitzen wurde eine Oszillation der O₂-Freisetzung beobachtet. Während nach den ersten beiden Blitzen fast kein O₂ freigesetzt wird, erfolgt die größte O₂-Freisetzung nach drei Blitzen, dann nach weiteren vier Blitzen und so weiter. Allerdings wird bei steigender Blitzzahl die Oszillation immer stärker gedämpft. Diese Dämpfung lässt sich dadurch erklären, dass manche Blitze keine Anregung des PS II verursachen und so die Oszillation desynchronisiert wird. Der Wasserspaltungsapparat in den Chloroplasten liegt im Dunkeln offenbar im Zustand S₁ vor. Nach Erreichen der vierten Oxidationsstufe (S4) wird O₂ in einer Reaktion freigesetzt, und das Mn-Cluster kehrt wieder in den Grundzustand zurück. Bei diesem Prozess werden die aus dem Wasser gebildeten Protonen in das Lumen der Thylakoide abgegeben. Formal kann die Reaktion wie folgt beschrieben werden:

Bildlich gesprochen wird durch den Mn-Cluster der Bedarf von vier Elektronen im Reaktionszentrum vorfinanziert, um dann in einem Schlag durch die Oxidation des Wassers beglichen zu werden. Dadurch dürfte das Mn-Cluster einen wichtigen Beitrag zur Verringerung der Bildung von O-Radikalen bei der Photosynthese liefern. Trotz dieser Verminderung ist die Bildung von O-Radikalen im PS-II-Komplex jedoch immer noch groß genug, um eine schädigende Wirkung auf Proteine des Komplexes zu haben. Die Auswirkungen dieser Schädigung werden in Abschnitt 3.10 näher besprochen.

Der Photosystem-II-Komplex ist dem Reaktionszentrum in Purpurbakterien sehr ähnlich
Der Enzymapparat des PS II ist in einem Komplex angeordnet, der aus mindestens 20 verschiedenen Untereinheiten zusammengesetzt ist (Tabelle 3.2), von denen zwei das eigentliche Reaktionszentrum darstellen.

Das in Abb. 3.22 gezeigte Schema des PS-II-Komplexes beschränken sich daher auf nur einige Untereinheiten (Tabelle 3.2). Der PS-II-Komplex ist von einer Antenne, bestehend aus Lichtsammelkomplexen (Abb. 2.13) umgeben.
Das Zentrum des PS-II-Komplexes ist ein Heterodimer aus den Untereinheiten D₁ und D₂. An diesem Heterodimer findet man sechs Chl-a-Moleküle, zwei Phaeophytine, zwei Plastochinone und ein bis zwei Carotinoide gebunden. D₁- und D₂ Protein sind zueinander und auch zu den L- und M-Proteinen aus den Reaktionszentren der Purpurbakterien {Abscbn. 2.4) homolog. Wie bei den Purpurbakterien ist auch beim PS II nur das an D₁-Protein gebundene Phaeophytinmolekül am Elektronentransport beteiligt. Q_A ist hingegen an das D₂-Protein gebunden und Q_B wiederum an das D₁-Protein. Das Mn-Cluster wird wahrscheinlich von den D₁- und D₂-Proteinen zusammengehalten. Das bei der Elektronenübertragung reaktive Tyrosin ist ein Bestandteil von D₁. Die Untereinheiten O,P,Q stabilisieren den Mn-Cluster. Die beiden Untereinheiten CP 43 und CP 47 (CP steht für Chlorophyll-Protein) binden jeweils etwa 15 Chlorophyllmoleküle und bilden den in Abbildung 2.10 gezeigten Core-Komplex der Antenne. CP 43 und CP 47 flankieren beide Seiten des D₁-D-Komplexes. Cyt-b ₅₅₉ ist für den Elektronentransport im PS II nicht essenziell, möglicherweise besitzt es eine Schutzfunktion gegen eine Lichtschädigung des PS-II-Komplexes. In der Peripherie sind die Lichtsammelkomplexe des LHC II angeordnet, nämlich die Chlorophyllbindenden Proteine Lhcb 4-6 und Lhcb 1-3.

Das D₁-Protein unterliegt einem hohen Turnover, es wird ständig neu synthetisiert. Offenbar verschleißt das D₁-Protein während seiner Funktion, möglicherweise verursacht durch Sauerstoff-Radikale, die trotz aller Schutzmechanismen immer noch auftreten. Man hat überschlagen, dass ein D₁-Protein im Mittel nach 10⁶-10⁷ katalytischen Zyklen des Reaktionszentrums von PSII ersetzt wird. Eine Reihe von Substanzen, deren Struktur dem Plastochinon ähnlich ist, binden an das D₁-Protein und verursachen dadurch eine Hemmung der Photosynthese. Diese Substanzen finden Verwendung als Herbizide. Vor einer Besprechung dieser Substanzen wollen wir kurz auf die Anwendung von Herbiziden eingehen.

Maschinelle Landwirtschaft erfordert zumeist den Einsatz von Herbiziden
Von den weltweit produzierten Pflanzenschutzmitteln entfallen umsatzmäßig etwa die Hälfte auf Herbizide - Mittel zur Bekämpfung von Unkräutern. Die Unkrautbekämpfung in der Landwirtschaft dient nicht nur der Eindämmung von Ertragsverlusten durch Unkrautkonkurrenz. Unkrautfreie Äcker sind auch Voraussetzung für eine mechanisierte Landwirtschaft, da bei hohem Unkrautbesatz eine maschinelle Ernte stark behindert ist oder sogar unmöglich sein kann. Einer der wesentlichen Gründe für die große Bedeutung der Herbizide in der Landwirtschaft der Industrieländer sind die Kosten der menschlichen Arbeitskraft. Ein Feld lässt sich billiger mit Herbiziden als mit menschlicher Arbeitskraft unkrautfrei halten.
Man verwendet als Herbizide verschiedenartige Substanzen, die essenzielle Reaktionen des Pflanzenstoffwechsels blockieren und eine möglichst geringe toxische Wirkung gegenüber Tieren (und damit auch gegenüber den Menschen) aufweisen. Eine große Anzahl von Herbiziden (Beispiele werden am Ende dieses Abschnitts gegeben) wirken dadurch, dass sie als Plastochinon-Antagonisten das Photosystem II hemmen. Um hierbei eine Wirkung zu erzielen, muss das Herbizidmolekül an die Mehrzahl der sehr vielen Photosynthesezentren gebunden werden. Die Aufwandmenge für diese Herbizide beträgt zwischen 125 und 4000 g pro Hektar.
Im Bestreben, den Eintrag von Herbiziden möglichst gering zu halten, haben sich in zunehmendem Maße Herbizide durchgesetzt, die in Biosynthesereaktionen, wie der Synthese von Fettsäuren, bestimmter Aminosäuren, Carotinoiden oder Chlorophyll, eingreifen. Auch gibt es Herbizide, die als Phytohormonanalogon oder als Mitosehemmer wirken. Bei diesen Herbiziden kann die Bindung von relativ wenigen Molekülen bereits eine starke Wirkung erzielen, bei manchen reicht eine Auftragsmenge von nur 5 g pro Hektar aus. Es gibt Herbizide, die nur durch die Wurzeln, und andere, die über die Blätter auf genommen werden.
Zur Verwendung von Herbiziden gibt es verschiedene Strategien. Um beispielsweise Gleiskörper der Bahn unkrautfrei zu halten, verwendet man Totalherbizide, das heißt, Herbizide, die die gesamte Vegetation vernichten. In diesem Fall benutzt man oft Herbizide, die nur langsam abgebaut und über die Wurzeln aufgenommen werden. Totalherbizide werden aber auch in der Landwirtschaft verwendet, um beispielsweise Citrusplantagen unkrautfrei zu halten. Hierbei werden jedoch Herbizide verwendet, die nur durch die Blätter aufgenommen werden. Von ganz besonderem Interesse sind selektive Herbizide, die nur die Unkräuter und möglichst nicht die Kulturpflanzen treffen Absehn. 12.2 (, 15.3, 19.1). Eine Selektivität kann unterschiedliche Ursachen haben, zum Beispiel Unterschiede zwischen der Aufnahme der Herbizide in die verschiedenen Pflanzen, zwischen der Empfindlichkeit des Stoffwechsels gegenüber den Herbiziden oder auch zwischen der Fähigkeit der Pflanzen, diese Fremdstoffe zu entgiften. Wichtige pflanzliche Mechanismen zur Entgiftung von Herbiziden und anderen Fremdstoffen (Xenobiotica) sind die Einführung von Hydroxylgruppen durch P₄₅₀-Monooxigenasen (Abschn. 18.2) und die Bildung von Glutathionkonjugaten (Abschn. 12.2). Selektive Herbizide haben unter anderem den Vorteil, dass man die Unkräuter je nach Bedarf erst zu einem späteren Wachstumsstadium der Nutzpflanzen vernichtet, und dass so die abgestorbenen Unkräuter eine wassersparende und erosionsvermeidende Mulchschicht bilden können.
Wie an einem Beispiel in Abschnitt 10.4 gezeigt wird, ist es nach spontan auftretenden Mutationen mit klassischen Züchtungstechniken gelungen, herbizidresistente Kulturpflanzen zu erhalten. Im Gegensatz zu diesen zufallsbedingten Ergebnissen ermöglicht es die Gentechnik, gezielt Kulturpflanzen zu erzeugen, die gegen ein bestimmtes Herbizid resistent sind. Dies eröffnet die Möglichkeit, Herbizide, die besonders schnell in umweltverträgliche Produkte abgebaut werden oder in besonders geringen Mengen wirken , als selektive Herbizide zu verwenden. Beispiele hierfür werden in den Abschnitten 10.1 und 10.4 besprochen.
Eine große Anzahl von Herbiziden hemmt die Photosynthese: Das Harnstoffderivat DCMU (Diuron, DuPont), das Triazin Atrazin (früher Ciba Geigy), Bentazon (BASF) (Abb. 3.23) sowie viele ähnliche Substanzen wirken als Herbizide, indem sie an die Plastochinonbindungsstelle am D₁-Protein binden und so eine Blockierung der Photosynthese verursachen.

Allerdings wird DCMU wegen der erforderlichen hohen Dosis und des langsamen Abbaus nur noch wenig verwendet. Man benutzt es häufig im Labor, um die Photosynthese von beispielsweise Blättern oder isolierten Chloroplasten zu hemmen. Atrazin wirkt selektiv: Maispflanzen sind gegen dieses Herbizid relativ unempfindlich, da sie einen besonders effizienten Mechanismus zu dessen Entgiftung besitzen. Wegen des relativ langsamen Abbaus im Boden ist der Gebrauch von Atrazin in Deutschland nicht mehr erlaubt. Auf Feldern, in denen Herbizide kontinuierlich viele Jahre verwendet wurden, konnte bei einigen Unkräutern die Entwicklung einer Herbizidresistenz beobachtet werden. In einigen Fällen wurde als Ursache dieser Resistenz ein durch Mutation verursachter Austausch einer Aminosäure im D₁-Protein nachgewiesen. Diese Mutation hatte nur geringen Einfluss auf die Photosynthese der betreffenden Unkräuter, verhinderte aber die Bindung des Herbizids.

3.6 Der Cytochrom-b₆/f-Komplex vermittelt den Elektronentransport zwischen Photosystem II und Photosystem I

Eisenatome in Cytochromen und Eisen-Schwefel-Zentren haben eine zentrale Funktion als Redoxüberträger
Cytochrome kommen in allen Organismen, mit Ausnahme einiger obligater Anaerobier, vor. Es sind Proteine, die einen bis vier Tetrapyrrolringe gebunden enthalten. Diese Tetrapyrrole sind strukturell den Chromophoren der Chlorophylle sehr ähnlich. Während jedoch die Chlorophylle Mg²⁺ als Zentralatom im Tetrapyrrol enthalten, besitzen Cytochrome dort ein Eisenatom (Abb. 3.24). Der Tetrapyrrolring der Cytochrome mit Eisen als Zentralatom wird als Häm bezeichnet. Das gebundene Eisenatom kann durch Aufnahme oder Abgabe eines Elektrons zwischen den Oxidationsstufen Fe³⁺ und Fe²⁺ wechseln. Cytochrome wirken daher als Einelektronenüberträger, die im Gegensatz zu Chinonen, NADP⁺ und FAD (Abb. 5.16) nicht gleichzeitig Protonen übertragen. Man teilt die Cytochrome nach der Struktur des gebundenen Häms in drei Hauptgruppen ein, die Cytochrome-a, -b und -c. Diesen sind jeweils Häm a, b und c entsprechend zugeordnet. Abbildung 3.24 vergleicht die Strukturen von Häm-b und -c.

Häm-b ist als Grundstruktur anzusehen. Bei Häm-c wurde an die beiden Vinylgruppen des Häm-b jeweils die SH-Gruppe eines Cysteins addiert. Über die so gebildeten Thioetherbindungen ist das Häm-c mit dem Protein des Cytochroms kovalent verknüpft. Eine derartige Verknüpfung haben wir schon beim Phycocyanin (Abb. 2.15) kennengelernt, und tatsächlich gibt es auch eine strukturelle Verwandtschaft der entsprechenden Apoproteine. Beim Häm-a ist an eine der Vinylgruppen des Häm-b eine Isoprenoidseitenkette, die aus drei Isopreneinheiten besteht, angeknüpft. Diese Seitenkette dient als hydrophober Membrananker, wie wir es bereits bei den Chinonen gesehen haben (Abb. 3.5, 3.19). Das Häm-a wird hier nur der Vollständigkeit halber erwähnt, es spielt bei der Photosynthese keine Rolle. Wir werden uns mit dieser Substanz erst bei der Besprechung der mitochondrialen Atmung (Abschn. 5.6) wieder befassen.
Das Fe-Atom im Häm kann insgesamt sechs koordinative Bindungen eingehen. Vier dieser Bindungen sind durch den Tetrapyrrolring, der annähernd eine Ebene bildet, abgesättigt. Die verbleibenden zwei koordinativen Bindungen zum Fe-Atom werden beim Cyt-b durch zwei sich senkrecht zur Ebene gegenüberliegende Histidinreste geknüpft (Abb. 3.25). Cyt-f (f = foliar, in Blättern) enthält wie das Cyt-c ein Häm-c und wird daher zu den c-Typ-Cytochromen gezählt. Beim Cyt-fwird eine koordinative Bindung des Fe-Atoms durch die terminale Aminogruppe des Proteins und die andere durch einen Histidinrest abgesättigt.

Auch Eisen-Schwefel-Zentren haben eine allgemeine Bedeutung als Elektronenüberträger in Elektronentransportketten, und so auch beim photosynthetischen Elektronentransport. In Eisen-Schwefel-Zentren (Abb. 3.26) sind Cysteinreste von Proteinen mit Fe-Atomen verknüpft. Mehrere solcher Fe-Atome sind durch S-Brücken miteinander verbunden. Bei Ansäuern der Proteine entweicht der Schwefel zwischen den Fe-Atomen als H₂S.

Man bezeichnet daher die Schwefelatome zwischen den Fe-Atomen als labilen Schwefel. Eisen-Schwefel-Zentren kommen vorwiegend als 2Fe-2S- oder 4Fe- 4S-Zentren vor. In den Zentren liegen die Fe-Atome in der Oxidationsstufe Fe²⁺ und ^Fe3+ vor. Unabhängig von der Anzahl der Fe-Atome in einem Zentrum unterscheiden sich der oxidierte und reduzierte Zustand nur durch eine Ladung. Dadurch können Eisen-Schwefel-Zentren immer nur ein Elektron aufnehmen und wieder abgeben. Eisen-Schwefel-Zentren haben je nach dem umgebenden Protein sehr unterschiedliche Redoxpotenziale.

Der Elektronentransport durch den Cytochrom-b₆f-Komplex ist mit einem Transport von Protonen gekoppelt
Das durch PS II gebildete Plastohydrochinon (PQH₂) diffundiert durch die Lipidphase der Thylakoidmembran und überträgt seine Elektronen auf den Cytochrom-b₆f-Komplex (Abb. 3.17). Dieser Komplex wiederum überträgt die Elektronen auf Plastocyanin, das dabei reduziert wird. Der Cyt-b₆f-Komplex kann so auch als Plastohydrochinon-Plastocyanio-Oxidoreduktase bezeichnet werden. Plastocyanin ist ein Protein mit einer Molekularmasse von 10,5 kDa, das ein Kupferatom enthält, welches von einem Cystein-, einem Methionin- und zwei Histidinresten des Proteins koordinativ gebunden ist (Abb. 3.27). Dieses Kupferatom wechselt zwischen den Oxidationsstufen Cu²⁺ und Cu⁺, wobei es ein Elektron aufnehmen und wieder abgeben kann. Plastocyanin ist in Wasser löslich und befindet sich im Lumen der Thylakoide. Der Elektronentransport durch den Cyt-b₆f-Komplex verläuft über eine Potenzialdifferenz von etwa 0,4 Volt (Abb. 3.16). Die bei diesem Redoxgefälle freiwerdende Energie wird genutzt, um Protonen in das Lumen der Thylakoide zu befördern.

Der Cyt-b₆f-Komplex ist ein aus mindestens acht Untereinheiten bestehendes Membranprotein. Die Hauptkomponenten dieses Komplexes sind vier Untereinheiten; Cyt-b₆, Cyt-f; ein Eisen-Schwefel-Protein, das nach seinem Entdecker allgemein als Rieske-Protein bezeichnet wird, und eine Untereinheit IV. Dazu kommen einige kleinere Peptide, sowie ein Chlorophyll und ein Carotinoid unbekannter Funktion. Das Rieske-Protein ist ein 2Fe-2S-Zentrum mit einem für ein Eisen-Schwefel-Zentrum ungewöhnlich positiven Redoxpotenzial von +0,3 Volt. Dies beruht möglicherweise darauf, dass die Fe-Atome des Zentrums teilweise auch von Histidinresten koordiniert sind.
Der Cyt-b₆f-Komplex hat einen asymmetrischen Aufbau (Abb. 3.28). Cyt-b₆ und die Untereinheit IV durchspannen die Membran. Cyt-b₆ enthält zwei Häm-b-Moleküle die übereinander annähernd senkrecht zur Membranebene angeordnet sind und eine durch die Membran gerichtete Redoxkette bilden. Darüber hinaus enthält Cyt-b ein Häm-c, dessen Funktion noch nicht eindeutig geklärt und in der Abbildung nicht berücksichtigt ist. Cyt-b₆ besitzt zwei Bindungsstellen für PQH₂/PQ, eine in der Lumenregion und eine in der Stromaregion der Membran.

Auf die Funktion dieser Bindungsstellen wird in den Reaktionsschemata in Abb. 3.29 und 3.30 eingegangen. In das Lumen ragt ein Eisen-Schwefel-Protein, das nach seinem Entdecker als Rieske-Protein bezeichnet wird, und in enger Nachbarschaft dazu befindet sich das Cyt-f, welches ein Häm-c enthält und die Bindungsstelle für die Reduktion von Plastocyanin enthält. Rieske-Protein und Cyt-f sind mit einem Membran-Anker versehen.
Der Cyt-b₆f-Komplex entspricht in seinem Aufbau dem Cyt-b/c₁-Komplex in Bakterien und in Mitochondrien. Tabelle 3.3 gibt eine Zusammenfassung der Funktionen dieser Cyt-b₆f- beziehungsweise Cyt-b/c₁-Komplexe. Alle diese Komplexe besitzen ein Eisen-Schwefel-Protein. Die Aminosäuresequenz des Cyt-b im Cyt-b/c₁-Komplex von Bakterien und Mitochondrien entspricht der Summe der Sequenzen von Cyt-b₆ und der Untereinheit IV im Cyt-b₆f-Komplex. Offenbar ist während der Evolution eine Spaltung des Cyt-b-Gens in die beiden Gene für Cyt-b6 und die Untereinheit IV erfolgt. Während der Cyt-b₆f-Komplex in Pflanzen Plastocyanin reduziert, wird durch den Cyt-b/c₁-Komplex von Bakterien und Mitochondrien Cyt-c reduziert. Cyt-c ist ein sehr kleines Cytochrom-Molekül, das wasserlöslich ist und, ähnlich wie Plastocyanin, Redoxäquivalente (e^-) über die wässrige Phase zum nächsten Komplex transportiert. Cyanobakterien und Algen können Plastocyanin oder Cyt-c₆ als Elektronenakzeptor nutzen, Pflanzen jedoch nur Plastocyanin. Das pflanzliche Cyt-c₆, das vor einigen Jahren entdeckt wurde, kann Plastocyanin nicht ersetzen. Die große Ähnlichkeit zwischen dem Cyt-b₆f-Komplex in Pflanzen mit den Cyt-b/c₁-Komplexen in Bakterien und Mitochondrien lässt erwarten, dass diese Komplexe sowohl bei der Photosynthese als auch bei der mitochondrialen Oxidation eine prinzipiell gleiche Funktion haben. Sie sind Protonentranslokatoren, die durch eine Hydrochinon-Plastocyanin (bzw. -Cyt-c)-Reduktase getrieben werden.

Durch das Zusammenwirken von PS II und dem Cyt-b₆f-Komplex werden beim Elektronentransport Protonen vom Stromaraum in den Thylakoidraum gepumpt. Das Übersichtsschema in Abb. 3.29 soll auf der Grundlage des Strukturschemas in Abb. 3.28 das Prinzip dieses Protonentransports erklären. Entscheidend dabei ist, dass die Reduktion und Oxidation des Chinons an verschiedenen Seiten der Thylakoidmembran erfolgt.

Für die Reduktion des PQ (Q_B) im PSII-Komplex werden die erforderlichen Protonen aus dem Stromaraum aufgenommen. Das PQH₂ gelangt an die Bindungsstelle in der Lumenregion des Cyt-b₆f-Komplexes, wo es über das Rieske-Protein und Cyt-f unter Reduktion von Plastocyanin oxidiert wird. Die dabei anfallenden Protonen werden in das Lumen freigesetzt. Nach diesem Schema werden nach der Aufnahme von vier Excitonen im PS-II-Komplex vier Protonen vom Stromaraum in das Lumen überführt. Hinzu kommen die vier Protonen, die bei der Wasserspaltung durch PS II in das Lumen abgegeben werden.

Durch einen Q-Cyclus kann die Anzahl der durch den Cytochrom-b₆/f-Komplex gepumpten Protonen verdoppelt werden
Untersuchungen an Mitochondrien haben aber gezeigt, dass beim Elektronentransport durch den Cyt-b/c₁-Komplex die Anzahl der gepumpten Protonen pro transportiertem Elektron größer ist als nach dem in Abbildung 3.29 gezeigten Mechanismus zu erwarten. Peter Mitchell, dem wir die chemiosmotische Hypothese der Energiekonservierung verdanken (siehe Abschn. 4.1), hat einen so genannten Q-Cyclus postuliert, durch den die Menge der pro Elektron im Cyt-b/c₁-Komplex transportierten Protonen verdoppelt wird. Es zeigte sich dann, dass der Q-Cyclus auch beim photosynthetischen Elektronentransport eine Rolle spielt.
Abbildung 3.30 zeigt das Prinzip eines im Detail noch nicht geklärten Q-Cyclus bei der chloroplastidären Photosynthese. Der Cyt-b₆f-Komplex enthält zwei verschiedene Bindungsorte für die Umsetzung der Chinone, von denen sich einer an der Stroma- und der andere an der Lumenseite der Thylakoidmembran befindet (siehe Abb. 3.28). Das im PS-II-Komplex gebildete Plastohydrochinon (PQH₂) wird an der Lumenseite durch das Rieske-Eisen- Schwefel-Zentrum zu Semichinon oxidiert. Durch sein sehr positives Redoxpotenzial entreißt das Rieske-Protein dem Plastohydrochinon ein Elektron. Das verbleibende Semichinon ist durch sein sehr negatives Redoxpotenzial instabil und überträgt sein Elektron auf das erste Häm-b des Cyt-b₆ (b_p) und von dort auf das zweite Häm-b (b_n). Es wird so das Redoxpotenzial des Häm-b_n um etwa -0,1 Volt angehoben. Dabei werden insgesamt vier Protonen pro zwei Plastohydrochinon in das Thylakoidlumen transportiert. Von den zwei gebildeten Plastochinonmolekülen (PQ), die Teil eines über die Membran verteilten Plastochinonpools darstellen, kehrt zunächst nur ein Molekül zu dem PS-II-Komplex zurück. Das andere PQ diffundiert in der Lipidphase der Membran außerhalb des Cyt-b₆f-Komplexes von der Lumen-seitigen zu der Stroma-seitigen Bindungsstelle, wo es durch das Häm-b von Cyt-b₆ mit seinem hohen Reduktionspotenzial über Semichinon zu Hydrochinon reduziert wird.

Dabei werden sequenziell zwei Protonen aus dem Stromaraum aufgenommen. Das so rückgebildete PQH₂ diffundiert nun durch die Membran zurück zu der Lumen-seitigen Bindungsstelle um dort oxidiert zu werden, und es schließt sich erneut ein Q-Cyclus an, und so weiter. Insgesamt wird so durch den Q-Cyclus die Zahl der transportierten Protonen verdoppelt (1/2 + 1/4 + 1/8 + 1/16 + 1/n = 1). Bei vollständig operierendem Q-Cyclus würden beim Transport von vier Elektronen durch den Cyt-b₆f-Komplex insgesamt acht Protonen in das Lumen transportiert. Die Gültigkeit des hier skizzierten Q-Cyclus ist für die in Abschnitt 5.5 behandelte mitochondriale Atmung inzwischen nicht mehr umstritten. Aus der Analogie des Cyt-b₆f-Komplexes mit dem Cyt-b/c₁-Komplex ist zu erwarten, dass der Q-Cyclus auch in Chloroplasten eine wichtige Rolle spielt. In Pflanzen wurde ein Ablauf des Q-Cyclus vorzugsweise unter Bedingungen mit geringer Lichtintensität beobachtet. Möglicherweise wird der Q-Cyclus durch einen hohen Protonengradienten über der Thylakoidmembran, wie er bei Bedingungen mit hoher Lichtintensität anzutreffen ist, unterdrückt. Es ist vorstellbar, dass auf diese Weise der Elektronenfluss durch den Q-Cyclus dem Energiebedarf der Pflanzenzelle angepasst wird.

3.7 Photosystem I reduziert NADP⁺
Das durch den Cyt-b₆f-Komplex reduzierte Plastocyanin diffundiert durch das Lumen der Thylakoide, bindet an eine positiv geladene Bindungsstelle des Reaktionszentrums des PS I, überträgt dort sein Elektron und diffundiert in oxidierter Form zum Cyt-b₆f-Komplex zurück (Abb. 3.31).
Das Reaktionszentrum des PS I mit einem Absorptionsmaximum von 700 nm enthält wiederum ein Chlorophyllpaar (Chl-a)₂ Wie im PS II bewirkt ein Exciton wahrscheinlich die Anregung nur eines der beiden Chlorophyll-Moleküle. Das durch Abgabe eines Elektrons gebildete (Chl-a)₂•⁺ wird durch Plastocyanin reduziert. Man nimmt an, dass (Chl-a)₂ sein Elektron auf ein Chl-a-Monomer (A₀) überträgt, das seinerseits das Elektron auf ein fest gebundenes Phyllochinon (Q) (Abb. 3.32) weiterleitet. Phyllochinon besitzt die gleiche Phytylseitenkette wie Chl-a und entspricht in seiner Funktion dem Q_A im Photosystem-II. Von der Semichinonform des Phyllochinons wird das Elektron auf ein Eisen-Schwefel-Zentrum, in diesem Fall als F_x bezeichnet, übertragen.

F_x ist ein 4Fe-4S-Zentrum mit einem sehr negativen Redoxpotenzial. Es überträgt ein Elektron auf zwei weitere 4Fe-4S-Zentren (F_A F_B), durch die schließlich Ferredoxin, ein 11 kDa großes, lösliches Protein mit einem 2Fe-2S-Zentrum reduziert wird. Ferredoxin nimmt ebenfalls nur ein Elektron auf. Die Reduktion erfolgt auf der Stromaseite der Thylakoidmembran. Das Ferredoxin in bindet dazu an eine positiv geladene Bindungsstelle der Untereinheit D von PSI (Abb. 3.33). Durch die Reduktion von NADP⁺ durch Ferredoxin, katalysiert durch die Ferredoxin-NADP-Reduktase, entsteht NADPH als Endprodukt des photosynthetischen Elektronentransports; in diesem Schritt wird wiederum ein Proton pro Elektron aus dem Stroma aufgenommen. Der PS-I-Komplex besteht aus mindestens 17 verschiedenen identifizierten Untereinheiten (Tab. 3.4). Auch das Zentrum des PS-I-Komplexes ist ein Heterodimer (wie das Zentrum von PS II) bestehend aus den Untereinheiten A und B (Abb. 3.33).

Die Molekularmassen von A und B (jeweils 82 bis 83 kDa) entsprechen etwa der Summe der Molekularmassen von D₁ und CP 43 beziehungsweise D₂ und CP 47 in PS II (Tab. 3.2). Tatsächlich haben die Untereinheiten A und B jeweils eine Doppelfunktion. Sie binden zum einen wie D₁ und D₂ die Chromophore (Chl-a) und Redoxträger (Phyllochinon, FeX) des Reaktionszentrums und zum anderen auch insgesamt etwa 100 Chl-a-Moleküle als Antennenpigmente. Das Heterodimer von A und B ist so Reaktionszentrum und Core-Antenne zugleich. Es ist gelungen, mithilfe der Röntgenstrukturanalyse die dreidimensionale Struktur des Photosystems I aus Cyanobakterien, Grünalgen und Pflanzen zu ermitteln. Die Ergebnisse zeigen, dass die Grundstruktur von Photosystem I der des in Abbildung 3.10 gezeigten bakteriellen Photosystems und damit auch des Photosystems II recht ähnlich ist. Auch das Photosystem-I besitzt ein zentrales Paar aus 2 Chl-a-Molekülen und 2 Äste aus jeweils 2 Chlorophyll-Molekülen, wobei allerdings nicht eindeutig geklärt ist, ob beide oder nur einer dieser Äste am Elektronentransport beteiligt sind. Der Untereinheit C werden die Fe-S-Zentren F_A und F_B zugeschrieben, und die Untereinheit F wird als Bindungsstelle für Plastocyanin diskutiert.

Beim cyclischen Elektronentransport über PSI wird die Lichtenergie nur zur Synthese von ATP genutzt
Neben dem bisher besprochenen nichtcyclischen Elektronentransport ist bei der Photosynthese auch ein cyclischer Elektronentransport möglich, bei dem Elektronen aus dem angeregten Photosystem I in den Grundzustand des PS I zurückfließen. Die dabei freiwerdende Energie wird zur Synthese von ATP genutzt. Man spricht wie bei den Purpurbakterien von cyclischer Photophosphorylierung. Unzweifelhaft ist, dass in Bündelscheiden-Chloroplasten bestimmter C4-Pflanzen (siehe Abschn. 8.4), die neben einem sehr stark ausgeprägten Photosystem I nur sehr geringe Mengen an Photosystem II aufweisen und die dazu einen sehr hohen ATP-Bedarf haben, die cyclische Photophosphorylierung mit sehr hoher Aktivität ablaufen muss. Wahrscheinlich wird der cyclische Elektronenfluss durch den Redoxzustand des Akzeptors von Photosystem I bestimmt, indem ein erhöhter Reduktionsgrad des NADP⁺-Systems die Ableitung der Elektronen in den Cyclus fördert. Der cyclische Elektronentransport dient offenbar dazu, die Raten der Bereitstellung von ATP und NADPH jeweils dem Bedarf anzupassen.
Man hat in Thylakoidmembranen von Chloroplasten überraschenderweise Untereinheiten des NADH-Dehydrogenase-Komplexes der mitochondrialen Atmungskette (Abschn. 5.5) nachgewiesen, deren Funktion in Chloroplasten nicht sicher ist. Bisherige Untersuchungen zeigen, dass die Proteine dieses Komplexes besonders häufig in Chloroplasten der Bündelscheidenzellen von C₄-Pflanzen vorkommen, die eine besonders hohe Aktivität der cyclischen Photophosphorylierung aufweisen.
Nach neueren Erkenntnissen sind zwei Wege des cyclischen Elektronentransports zu postulieren (Abb. 3.34).

Beide nutzen die angeregten Elektronen des Photosystem I und transferieren sie auf oxidiertes Ferredoxin. Reduziertes Ferredoxin gibt die Elektronen entweder an eine NADPH-Dehydrogenase oder an einen PGR5/PGRL1-Komplex ab. Der NADPH-Dehydrogenase abhängige Weg ist Antimycin unabhängig. Die Elektronen werden von der Dehydrogenase über Plastoquinon, Cyt-b₆f und Plastocyanin zum Photosystem I zurückgeschleust. Der andere Weg, der durch das Antibiotikum Antimycin A blockiert werden kann, leitet die Elektronen von PGR5/PGRL1 zum Plastoquinon, Cyt-b₆f, Plastocyanin zum Photosystem I. In der Alge Chlamydomonas reinhardtii existieren auch PGR5/PGRL1 homologe Proteine jedoch im Gegensatz zu den Landpflanzen ist PGRLl Teil eines Photosystem I/Cyt-b₆f-Superkomplexes.

Durch das Photosystem I werden Elektronen auf Sauerstoff übertragen, wenn andere Akzeptoren fehlen
Bei einem hohen Reduktionsgrad des Ferredoxins besteht die Möglichkeit, dass Elektronen von PS I unter Bildung des Superoxidradikals (•O₂^-) auf Sauerstoff übertragen werden (Abb. 3.35). Dieser Vorgang wird als Mehler-Reaktion bezeichnet. Das Superoxidradikal reduziert in der Zelle vorhandene Metall-Ionen, wie Fe³⁺ und Cu²⁺ (Mⁿ⁺):

Durch Superoxid-Dismutase erfolgt die Disproportionierung von •O₂ zu H₂O₂ und O₂ unter Aufnahme von zwei Protonen:

•0₂, H₂0₂ und •OH werden unter der Bezeichnung ROS (reactive Oxygen Species) zusammengefasst. Das H₂0₂ kann durch die Reaktion mit den durch Superoxid reduzierten Metall-Ionen Hydroxylradikal bilden:

Das Hydroxylradikal ist eine überaus agressive Verbindung. Durch seine Oxidationswirkung schädigt es Enzyme und Lipide. Gegen •OH besitzt die Pflanzenzelle keine Schutzenzyme. Ein Schutz besteht nur in einer Verhinderung der •OH-Bildung. Dafür ist es vor allem wichtig, dass durch eine schnelle Entfernung des •0₂ über die Superoxid-Dismutase eine Reduktion der Metall-Ionen unterdrückt wird. Aber auch H₂O₂ hat eine schädigende Wirkung auf viele Enzyme. H₂O₂ wird durch eine in den Thylakoidmembranen vorhandene Ascorbat-Peroxidase eliminiert. Ascorbat, ein wichtiges Antioxidans in Pflanzenzellen (Abb. 3.36), wird dabei zu dem radikalischen Monodehydroascorbat oxidiert, das spontan durch Photosystem I über reduziertes Ferredoxin wieder zu Ascorbat umgesetzt wird.

Monodehydroascorbat kann auch durch eine NAD(P)H-abhängige Monodehydroascorbat-Reduktase, die im Chloroplastenstroma und im Cytosol vorkommt, zu Ascorbat reduziert werden.
Alternativ können zwei Moleküle Monodehydroascorbat zu Ascorbat und Dehydroascorbat disproportionieren und letzteres unter Beteiligung von Glutathion als Reduktionsmittel wieder zu Ascorbat reagieren (Abb. 3.37). Glutathion (GSH), ein in allen Pflanzenzellen vorkommendes Antioxidans (Abschn. 12.2), ist ein Peptid aus den Aminosäuren Glutamat, Cystein und Glycin (Abb. 3.38). Bei der Oxidation bildet sich zwischen den S-Atomen von zwei Cysteinresten ein Disulfid (GSSG). Die Reduktion des GSSG erfolgt durch NADPH über eine Glutathion-Reduktase (Abb. 3.37).

Abbildung 3.35 zeigt die Bilanz eines Mehler-Ascorbat-Peroxidase-Cyclus, dessen Hauptfunktion darin liegt, dass überschüssige Anregungsenergie des Photosystems I in Wärme, die leicht abgegeben werden kann, dissipiert wird. Die Absorption von insgesamt acht Excitonen führt am PS I zur Bildung von zwei Superoxidradikalen und zwei Molekülen reduziertem Ferredoxin. Letzteres dient als Reduktant zur Eliminierung des H₂O₂. Durch die Übertragung von Elektronen auf Sauerstoff durch die Mehler-Reaktion wird letztlich die Spaltung des Wassers durch das Photosystem II wieder rückgängig gemacht. Wie im folgenden Abschnitt besprochen, erfolgt die Mehler-Reaktion bei einer übermäßigen Reduktion des Ferredoxins. Der einzige Gewinn bei dieser Reaktion ist die Bildung eines Protonengradienten beim Transport von Elektronen durch Photosystem II und den Cyt-b₆f-Komplex. Dieser Protonengradient kann zur Synthese von ATP genutzt werden, falls ADP vorhanden ist. Da jedoch meist unter den Bedingungen der Mehler-Reaktion ADP-Mangel herrscht, wird durch die Mehler-Reaktion oft ein hoher pH-Gradient gebildet. Der Mehler-Reaktion-Ascorbat-Peroxidase-Cyclus ähnelt dem cyclischen Elektronentransport darin, dass NADP⁺ nicht reduziert wird. Man hat daher diesen Cyclus auch als pseudocyclischen Elektronentransport bezeichnet.
Es wurde in Pflanzen eine weitere Klasse von Antioxidantien entdeckt, die so genannten Peroxiredoxine. Es handelt sich dabei um Proteine, die schon länger im Tierreich bekannt sind, und SH-Gruppen als Redoxüberträger besitzen. In der Modellpflanze Arabidopsis hat man 10 verschiedene Peroxiredoxin-Gene nachgewiesen. Peroxiredoxine sind in Chloroplasten, aber auch in anderen Zellkompartimenten lokalisiert. Sie zeichnen sich gegenüber den bislang besprochenen Antioxidantien Glutathion und Ascorbat dadurch aus, dass sie ein besonders breites Spektrum von Peroxiden, wie H₂O₂, Alkylperoxide und Peroxinitrite, reduzieren. In Chloroplasten werden oxidierte Peroxiredoxine durch photosynthetischen Elektronentransport des Photosystem I unter Vermittlung von Ferredoxin und Thioredoxin reduziert.
Photosystem I kann anstatt Ferredoxin auch Methylviologen - als Herbizid unter dem Namen Paraquat bekannt (Abb. 3.39) - reduzieren.

xxxxxxxxxxxxxx Die Herbizidwirkung beruht darauf, dass durch reduziertes Paraquat Sauerstoff zu Superoxid reduziert wird. Zudem konkurriert Paraquat mit Dehydroascorbat um die durch Photosystem I bereitgestellten Reduktionsäquivalente. Dadurch wird in Gegenwart von Paraquat alles Ascorbat in Dehydroascorbat umgewandelt, und die Reaktion der Ascorbat-Peroxidase kann nicht mehr ablaufen. Durch die vermehrte Bildung von Superoxid und die verminderte Entgiftung des H₂O₂ führt Paraquat zu sehr schweren Schäden der Mesophyllzellen durch Oxidation, wie man durch das Ausbleichen der Blätter erkennen kann. Man hat Paraquat in Südamerika benutzt, um Marihuanafelder zu vernichten.

3.8 Regulationsvorgänge sorgen dafür, dass die eingefangenen Photonen zwischen den beiden Photosystemen verteilt werden
Der lineare photosynthetische Elektronentransport über die zwei hintereinander geschalteten Photosysteme macht es erforderlich, dass die als Excitonen eingefangenen Photonen auf beide Photosysteme gleichmäßig verteilt werden. In Abschnitt 2.4 wurde besprochen, dass die Excitonen vorzugsweise zu dem Chromophor geleitet werden, der die niedrigste Energie zur Anregung benötigt. Die Energie zur Anregung von Photosystem I (P700) ist niedriger als die zur Anregung von Photosystem II (P680). Bei einer ungehinderten Konkurrenz der beiden Photosysteme um die Excitonen würden letztere vorwiegend in das PS I geleitet werden. Man erkennt hieraus, dass die Verteilung der Excitonen auf beide Photosysteme reguliert werden muss. Ein wichtiges Element dieser Regulation ist eine räumliche Trennung der Antennen von PS I und PS II in den Thylakoidmembranen.
In einem Chloroplasten liegen die Thylakoidmembranen in zwei verschiedenen Anordnungen vor. Bei den ungestapelten Membranen hat die Außenseite einen freien Zugang zum Stromaraum, man spricht von Stromalamellen (Abb. 3.40). Die gestapelten Membranen sind im Lichtmikroskop als Körnchen (Grana) zu erkennen und werden daher auch als Granalamellen bezeichnet. Sie bestehen aus unabhängigen Grana-Scheiben. Nach neuen Erkenntnissen winden sich freie Stromalamellen mit einer rechtsgängigen Helix um die Grana-Scheiben und verbinden so die individuellen Grana-Scheiben (Helix-Modell). Da auch andere Grana-Modelle diskutiert werden kann daraus geschlossen werden, dass das exakte Bild über Entstehung und Ausprägung der Grana-Struktur noch nicht bekannt ist.

Die ATP-Synthase, der PS-I-Komplex und Cyt-b₆f-Komplex sind in den Stromalamellen und bieten dadurch ADP und NADP⁺ einen freien Zugang. Der PS-II-Komplex befindet sich dagegen hauptsächlich in den Granalamellen. An den PSIl-Komplex assoziierte LHC-II-Untereinheiten Abschnitt 2.4 besitzen eine aus der Membran herausragende Proteinkette, die wahrscheinlich mit den LHC-II-Untereinheiten benachbarter Membranen interagieren kann und so eine enge Membranstapelung bewirkt. Die gestapelten Membranen enthalten sonst nur noch PGRLl-Homodimere. PS-I und die F-ATP-Synthase passen wegen ihrer in den Stromaraum herausragenden Proteine in den Zwischenraum der gestapelten Membranen nicht hinein. Die in den gestapelten Membranen vorhandenen PS-II-Komplexe sind somit von den PS-I-Komplexen in den ungestapelten Membranen isoliert. Man nimmt an, dass so ein unkontrolliertes Überfließen der Excitonen (spillover) von PS II zu PS I vermieden wird.
Jedoch kann die räumliche Trennung der beiden Photosysteme und damit auch das spillover der Excitonen von PS II nach PS I reguliert werden. Ist die Anregung von PS II größer als von PS 1, so führt dies zu einem Anstau von Plastohydrochinon, da dieses nicht in ausreichendem Maße über den Cyt-b₆f-Komplex durch das PS I oxidiert werden kann. Unter diesen Bedingungen wird eine Protein-Kinase (STN7) aktiviert, durch welche OH-Gruppen in Threoninresten der peripheren LHC-II-Untereinheiten durch ATP phosphoryliert werden. Durch diese Phosphorylierung ändert sich die Konformation der LHC-II-Untereinheiten, wodurch die Affinität zu PS II erniedrigt wird, und sich LHC-II-Untereinheiten von den PS-II-Komplexen ablösen. Andererseits können durch die geänderte Konformation LHC-II-Untereinheiten an den PS-I-Komplex andocken. Als Bindungsstelle wurde kürzlich die H-Untereinheit von PS-II identifiziert. Dadurch können LHC II Excitonen vermehrt in das niederenergetische PS I überfließen. So würde bei einem Anstau von Plastohydrochinon über eine Proteinkinase die Anregung von PS II zugunsten von PS I heruntergeregelt. Durch eine Protein-Phosphatase (TAP38/PPH1) ist eine Rückregelung möglich. Der hier in starker Vereinfachung dargestellte Mechanismus ermöglicht es der Pflanze, die eingestrahlten Photonen weitgehend unabhängig von den spektralen Eigenschaften des Lichtes optimal auf beide Photosysteme zu verteilen. Ein langfristiger Mechanismus, um das Gleichgewicht zwischen den Photosystem wieder herzustellen, ist die Änderung des PSII/PSI-Verhältnisses.

Überschüssige Lichtenergie wird in Form von Wärme abgegeben
Bei Pflanzen besteht ein generelles Problem darin, dass die Energie des eingestrahlten Lichtes höher sein kann als der NADPH-und ATP-Bedarf des Photosynthesestoffwechsels. Dies ist zum Beispiel der Fall bei sehr hohen Belichtungsstärken, wenn der Metabolismus nicht nachkommt, bei hohen Temperaturen, wenn zur Vermeidung des Wasserverlustes die Stomata geschlossen sind, oder bei tiefen Temperaturen, wenn aufgrund verminderter Enzymaktivitäten der Stoffwechsel verlangsamt ist. Eine überschüssige Anregung der Photosysteme könnte zu einer übermäßigen Reduktion der Komponenten des photosynthetischen Elektronentransports führen.
Bei PS II kann eine übermäßige Anregung, die sich durch einen Anstau von Plastohydrochinon zu erkennen gibt, zu einer Schädigung des Photosyntheseapparates führen, die als Photoinhibition bezeichnet wird. Ein Grund für diese Schädigung ist, dass übermäßig angeregte Chlorophyllmoleküle der Reaktionszentren in den Triplett-Zustand übergehen, wodurch chemisch sehr aggressiver Singulett-Sauerstoff erzeugt wird (Abschn. 2.3). Die schädliche Wirkung des Chlorophylls lässt sich in einem Tierversuch demonstrieren: Bringt man eine kleine Menge Chlorophyll unter die Haut und belichtet diese, so sind schwere Hautschäden die Folge. Man nutzt dieses so genannte photodynamische Prinzip in der Medizin für eine selektive Krebstherapie u. a. in Hautbereichen.
Carotinoide (z.B. ß-Carotin, Abb. 2.9) haben die Eigenschaft, sowohl den Triplettzustand des Chlorophylls wie auch den Singulettzustand des Sauerstoffes wieder in die entsprechenden Grundzustände zu überführen. Es entsteht dabei angeregtes Triplettcarotinoid, dessen Energie nicht mehr zur Bildung von Singulettsauerstoff ausreicht, und das seine Energie als Wärme abgibt. Dadurch haben Carotinoide eine wichtige Schutzfunktion. Es wird diskutiert, dass bei übermäßiger Anregung des PS II die Schutzfunktion der Carotinoide nicht ausreicht, und der vermehrt gebildete Singulettsauerstoff den PS-II-Komplex schädigt. Ein Angriffsort für die Schädigung ist wahrscheinlich das D₁-Protein des photosynthetischen Reaktionszentrums in PS II, das unter normalen Photosynthesebedingungen bereits einen hohen Turnover hat (siehe Abschn. 3.6). Eine Photoinhibition liegt vor, wenn die Geschwindigkeit der Schädigung des D₁-Proteins so hoch ist, dass dessen Neusynthese nicht nachkommt.
Zur Verminderung derartiger Lichtschäden des Photosyntheseapparates besitzen Pflanzen Schutzmechanismen, welche die Energie überschüssiger Excitonen als Wärme ableiten. Man spricht von einer nichtphotochemischen Löschung der Excitonenenergie. Nach bisherigen Untersuchungen bewirkt Zeaxanthin (Abb. 3.41) durch Interaktion mit Chlorophyllbindenden Proteinen des Photosystem-II die Umwandlung der Excitonenenergie in Wärme. Zeaxanthin wird über Reduktion durch Ascorbat aus dem Diepoxid Violaxanthin über das Monoepoxid Antheraxanthin als Zwischenprodukt gebildet, und kann durch Epoxidbildung mit NADPH und 0 2 wieder zu Violaxanthin umgesetzt werden (Abb. 3.41).

Die Bildung von Zeaxanthin über die De-Epoxidase erfolgt an .der Lumenseite der Thylakoidmembran bei einem pH-Optimum von pH 5,0, während die Rückbildung des Violaxanthins durch die Epoxidase auf der Stromaseite der Thylakoidmembran bei etwa pH 7,6 erfolgt. Die Zeaxanthinbildung erfordert demnach einen hohen pH-Gradienten über der Thylakoidmembran. Wie bei der Mehler-Reaktion (Abschn. 3.9) besprochen wurde, kann ein sehr hoher pH-Gradient ein Indiz für eine erhöhte Anregung des Photosystems II sein. Bei einem Überschuss an Excitonenenergie wird über den erhöhten pH-Gradienten die Synthese von Zeaxanthin ausgelöst und dadurch überschüssige Excitonenenergie im PS-II-Komplex durch den Übergang in Wärmeenergie unschädlich gemacht. Bei den meisten Pflanzen werden auf diese Weise bei vollem Sonnenlicht 50-70% aller absorbierten Photonen in Wärme überführt. Diese nichtphotochemische Löschung der Excitonenenergie bildet den Hauptweg, durch den sich die Pflanze vor einem Überangebot von Lichtenergie schützt. Im Vergleich dazu haben die Mehler-Reaktion (Abschn. 3.9) und die in Abschnitt 7.7 behandelte Photorespiration unter den meisten Bedingungen einen geringeren Anteil an der Beseitigung überschüssiger Anregungsenergie.nach oben zum Kapitelanfang